背景：
基于基因组学的精准医学为肿瘤学带来了革命性变化，但也存在固有局限性。功能性精准肿瘤学正在成为一种补充方法，旨在通过对单个肿瘤进行体外建模，弥合基因型和表型之间的差距。这些患者来源的离体模型在很大程度上保留了基因组学方法无法捕捉的几种肿瘤特征，并使我们能够以个性化的方式对肿瘤的脆弱性进行功能性剖析。
简介：
2023年3月13日，来自阿姆斯特丹荷兰癌症研究所分子肿瘤学和免疫学部的Emile E. Voest教授课题组在Nat Rev Clin Oncol（IF: 65.0）杂志上发表题为“Functional precision oncology using patient-derived assays: bridging genotype and phenotype”的文章[1]。在这篇综述中，作者讨论了几个个体化功能检测的例子，包括肿瘤类器官、球体和外植体，以及它们在个体患者中预测治疗反应和药物诱导的毒性的潜力。这些进展为精准肿瘤学开辟了令人兴奋的新途径，在仅靠基因组数据无法提供信息的情况下，有可能成功应用于临床。为了将这些检测方法应用于临床实践，作者概述了需要克服的四个关键障碍:检测成功率、周转时间、对标准化条件的需求以及对体外应答者的定义。此外，还讨论了微流控等新技术的进步，这些技术可能会减少样本需求、分析时间和劳动强度，从而使功能性精准肿瘤学在常规临床实践中得以实现。
主要结果：
响应预测。
如何建立能真实再现每个肿瘤生物学特性并能对药物反应进行动态评估的疾病模型仍然是一个挑战。传统的方法包括使用癌细胞系和患者来源的异种移植(PDX)模型，这使研究人员能够在特定的实验环境中研究肿瘤。然而，这两种方法都有其自身的局限性。建立来源于原发患者材料的癌细胞系通常既费力又低效。据报道，在一系列不同类型的肿瘤中，从患者来源的肿瘤材料建立短暂的单一培养物的成功率为26%，因此限制了在转化研究和/或精准医学中实施的能力。细胞系的建立意味着选择最适合培养条件的克隆，从而降低细胞系反映原始肿瘤生物学特性的程度，包括其异质性。PDX模型是通过将肿瘤物质移植到免疫缺陷小鼠中建立的，这些已被证明是临床前和转化研究的宝贵工具。然而，这类模型通常操作复杂，耗时、低效、昂贵，并且需要使用免疫功能低下的动物。PDX模型在一定程度上可以研究肿瘤细胞与局部和/或全身环境之间的相互作用，尽管这些模型也引入了宿主和异种移植之间广泛的生物学不匹配。此外，PDXs可能经历小鼠特异性的适应和进化，从而损害了异种移植肿瘤的代表性。PDX模型本身也不适合用于高通量药物筛选。功能性精准肿瘤学要求模型能够紧密再现源肿瘤，并且能够在足够的时间范围内持续建立，从而能够及时提供治疗建议。
类器官。
自2009年首次建立了来源于小鼠结肠隐窝干细胞的类器官，以及此后不久第一个来源于成人肠上皮细胞的患者来源类器官(PDOs)建立以来，对PDOs的研究兴趣呈指数增长。PDOs在一定程度上再现和保存了源物质的遗传多样性和异质性水平。多个“活体生物样本库”计划已经启动，以创建大量的PDOs。这些系统可以在药物开发的早期阶段确定哪些药物对特定适应证更可能有效，从而帮助药物开发过程。对于许多起源组织，该模型的优势在于，非恶性和肿瘤来源的类器官均可从同一患者产生，因此可以进行独特的比较，从而提供某些额外的见解(如关于毒性和/或特异性的信息)。
球状体。
自20世纪70年代初问世以来，球体被广泛应用于癌症研究。传统上，肿瘤来源的球体是通过将肿瘤组织分离到单细胞悬液中，并允许上皮细胞聚集成小的3D簇来产生。然而，并不是所有的肿瘤细胞都能在培养中自发聚集，为此，新的技术正在不断发展，以促进高效可靠地生成球体。组织学结构的丧失是球体建立所固有的，而且与类器官不同，球体不能自发自组装以再现这种结构。然而，新的方案已经建立，以增加模型的细胞复杂性，从而保留免疫细胞和基质细胞区室。这种增加的复杂性可以通过培养来自部分分离的肿瘤的球体来实现。另外，肿瘤细胞球的产生是通过分离肿瘤组织，使所有类型的细胞(包括基质细胞和免疫细胞)聚集在一起，而不是仅来自上皮细胞室的细胞(称为多细胞球)。
外植体。
外植体是由切除的肿瘤或活检标本的小肿瘤碎片或切片(通常为1 ~ 2 mm2大小)在体外培养的患者来源的模型系统。这些组织培养旨在维持完整的患者特异性组织结构和细胞微环境，包括保存一系列不同类型的细胞，如基质细胞、淋巴样细胞，以及至少部分的髓样细胞。与球体相似，该模型系统仅能在短期内保存组织样本，而不是体外扩增，并能够快速建立外植体。然而，在离体培养中保持细胞成分的活性，即使是允许其使用相对较短的时间(每个平台的培养时间不同，一般为2 ~ 5天)也是一项主要挑战。
批判性的评估和患者的观点。
前面描述的许多研究强调了类器官、球体和/或外植体在实现功能性精准肿瘤学方面的潜力，但这些技术仍然有很大的局限性，阻碍了它们在临床的广泛应用。这些局限性包括无法保证对所有患者的检测成功、检测时间(从活检取样到读数)，以及需要标准化的检测条件和预先定义的标准来指导治疗决策，而这些应该得到前瞻性验证的支持。
首先，患者来源的肿瘤模型在多大程度上可以成功生成是一个主要瓶颈。对于PDOs，不同肿瘤类型的建立成功率差异很大，从16% ~ 90%不等。其次，从标本采集到治疗建议的检测周转时间是另一个重要方面。在转移性疾病患者的治疗中，大多数离体技术目前正在试验中，早期治疗通常是首选，任何延误都可能对预后产生负面影响。在SENSOR试验中，基于PDO的敏感性测定一般在活检取样后10周内进行。第三，检测标准化的需求尚未得到满足。不同的体外模型都是在不同的培养条件下建立的，这可能会导致实验结果和可重复性的差异。最后，来自小队列相关或描述性研究和零星报告的数据淹没了功能检测领域。一些研究获得了积极结局，但这些结果通常未在更大规模的队列中得到证实，原因往往不明确。除了期刊倾向于优先发表阳性结果的研究的发表偏倚之外，功能检测的开发和转化为临床级别检测是非常复杂的，需要大量的基础设施投资。
技术发展。
为了克服目前的瓶颈，如检测时间和样本需求，目前正在探索几种能够实现自动化和大规模并行实验的新方法。例如，在一种高通量方法中，细胞被人工种植在孔的边缘，形成一个“迷你环”，使营养和实验药物都能自动施用。在这里，原发肿瘤物质被分离成单个细胞，并在Matrigel基质胶中支撑数日，从而产生“小型化的类器官”，这种类器官尚未广泛传代。可在术后1周内建立后续药物筛查和药敏评分。
此外，利用微流体技术的新型自动化细胞培养技术正在开始建立。这些设备使研究人员能够以自动化的方式精确地处理和控制少量液体(一般从微升到皮升)的输送，这是传统的人工湿实验室方法无法实现的。这些设备有可能被整合到各种工作流程中，但目前主要用于以大规模并行方式生成和保存患者来源的球体。使用这些设备，细胞被包裹在液滴中，并保存在微孔阵列中，微环境可以通过自动液体处理传递的治疗或其他化学信号进行精确控制和干扰。
结论和展望：
我们需要提供可靠的科学证据来指导功能性精准肿瘤学，但这一需求尚未得到满足。基于小型患者队列数据的坊间研究显示了相关性，但这不足以指导治疗决策。首先，更大规模队列的观察性研究将有助于明确确立离体缓解和临床缓解之间的相关性。每个模型的预测价值可能因具体的治疗模式和肿瘤类型而不同;因此，需要对每种药物和肿瘤类型分别建立预测效度。根据出现的任何相关性，我们可以定义临床流程，用于指导干预性试验的后续治疗决策。本文提供了根据功能检测结果选择治疗的正在进行的试验的概述(补充信息)。然而，几个重要的实际因素继续限制了功能性检测法的临床效用，包括建立率、样本要求和检测法周转时间。新技术的出现可能有助于克服这些瓶颈，因为自动化有可能显著降低劳动强度，而小型化有可能减少检测周转时间和样品需求。
总之，使用包括个体化离体肿瘤模型(如类器官、球体和外植体)的功能检测有可能补充精准医学方法，特别是在基于基因组学的策略缺乏或不能充分预测的疾病环境中。从概念上讲，这些方法使未确定基因组生物标志物的药物(如化疗药物)能够实现精准医疗。在患者特异性(epi)遗传背景中直接检验可靶向的基因组驱动因素的必要性，并确定有效的联合疗法。如果符合本综述中概述的发展标准，随后稳健且经过充分验证的功能性精准肿瘤学方法将实现癌症个体化治疗，并使医师能够为患者选择特异性、有效和安全的治疗方法。
原文链接：https://www.nature.com/articles/s41571-023-00745-2
参考文献：
[1] van Renterghem AWJ, van de Haar J, Voest EE. Functional precision oncology using patient-derived assays: bridging genotype and phenotype. Nat Rev Clin Oncol. 2023 Mar 13. doi: 10.1038/s41571-023-00745-2. Epub ahead of print. PMID: 36914745.
转自：“生物医学科研之家”微信公众号
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